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dd毛囊bulge干细胞培养方法的比较研究
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克隆形成实验
细胞生长状况有关指标的检测方法
一、细胞计数
这是细胞培养中常用的基本技术之一。所用材料为血球计数板，巴氏吸管和显微镜。
细胞计数的基本步骤：
(1)取清洁计数板和专用盖玻片，用丝绸布轻轻拭干.
(2)取细胞悬液0.3mL，加入0.9mL结晶紫(或台盼至)染液，混匀后滴半滴于血球计数板内，以充满不外溢为宜。也可直接将细胞悬液在一侧滴加到盖玻片中，不要溢出，也不要过少或出现气泡.
(3)在显微镜下用10&物镜观察计数四角大分格中的细胞数。代入下式得出细胞密度。
细胞数/ml=(4大格细胞数之和/4)&104&稀释倍数
台盼蓝染色法可计算出活细胞数和死细胞数以测定细胞存活百分率。一般0.5%～1%的台盼蓝染液可使死细胞染成蓝色，活细胞不着色。此外还可用0.02%的藻红B染液将死细胞或受损细胞染成红色，或用0.05%的苯胺黑染液将死细胞染成黑色。
细胞存活百分率=（4大格活细胞数/4大格活细胞+死细胞数）&100%
细胞计数除用上述方法外，目前还有新型的自动计数仪，可供大规模细胞计数工作使用。各种型号的计数操作不尽相同，可根据使用说明进行操作。
在进行细胞计数操作时，必须把细胞悬液准备好，细胞应分散良好，并充分混匀，若出现较多细胞团或细胞数少于200个/10mm2或多于500个/10mm2时，需重制细胞悬液，重新计数。
二、细胞生长曲线和生长倍数
细胞生长曲线是细胞培养实验中最基本的指标，是测定细胞绝对增长数值和生长繁殖基本规律常用的简便方法。常用的方法为：在同一规格的培养瓶中，接种同等量的同一代细胞，经培养后每隔24小时取出几瓶细胞进行计数，以培养时间为横座标，不同时刻的细胞数的对数为底座标，标出各点并连成线，即为该细胞的生长曲线，可反应出细胞生长的动态。
测定生长曲线的另一种方法是用96孔/24孔细胞培养板，分7组，每组3孔，培养一周(7天)，期间逐日检测一组，计数，最后把7天中的细胞数值绘成图，即为细胞生长曲线。
也可采用MTT法来进行生长曲线测定，较上述方法简便。
标准的细胞生长曲线近似“S”形，一般在传代后第一天细胞数有所减少，经过一段时间的潜伏期，再进入对数生长期，达到平台期和生长稳定，最后衰老。
细胞生长倍数是指测定接种时活细胞的浓度，经一个生长周期达到最大活细胞浓度的比率。
生长倍数=培养后最大活细胞浓度/接种时的活细胞浓度
三、细胞分裂指数
细胞分裂指数是表示细胞增殖旺盛程度的指标。它以被测1000个细胞中的分裂细胞数来计算。其方法为：用秋水仙素将细胞处理1～2小时后，按染色体制片法制片并染色，计算1000个细胞中分裂相的数目，重复4次取平均值，用百分比表示。
基本步骤：
(1)细胞准备&& 用盖片(支持物)培养法。
(2)每24小时取出一个小玻片，按常规方法进行固定，吉姆萨或HE染色，封片，制成永久标本。
(3)显微镜下选择细胞密度适中的区域观察分裂细胞并计数。逐个视野进行，对每一时间组的玻片各取细胞多、中、少3个区域各一区，共数1000个细胞，计算出平均分裂相值所占百分比。观察时要掌握好分裂相标准，主要是确定好划分间期和前期，末期和间期等的界限，以减少误差。
细胞分裂指数=细胞分裂相数/细胞总数(
四、细胞接种存活率
细胞接种存活率又称细胞贴壁率。它是细胞被制成分散的悬液后，以低密度(2～5个细胞/cm2)被接种到底物上，贴壁并能存活生长形成细胞小群(克隆)的细胞百分数值，用以表示细胞的生存能力和细胞群的活力。
基本步骤：
（1）取对生长期细胞，用消化法制成细胞悬液，计数后按检测细胞生长曲线的接种细胞的原则，将细胞接种于培养瓶(浓度相对高些)。接种12～15瓶。
（2）每2小时取出一瓶细胞，倒掉培养液，然后加入胰酶消化已贴壁细胞，计数已贴壁细胞，用下面公式逐个计算每个时间上的贴壁率。每2小时一次，共观察24小时即12。
接种存活率%(贴壁率)=(贴壁存活细胞数/接种细胞数)&100%
五、克隆形成率
细胞接种存活率只表示接种细胞后贴壁的细胞数，但贴壁后的细胞不一定每个都能增殖和形成克隆。而形成克隆的细胞必为贴壁和有增殖活力的细胞。克隆形成率反映细胞群体依赖性和增殖能力两个重要性状。由于细胞生物学性状不同，细胞克隆形成率差别也很大，一般初代培养细胞克隆形成率弱，传代细胞系强；二倍体细胞克隆形成率弱，转化细胞系强；正常细胞克隆形成率弱，肿瘤细胞强。并且克隆形成率与接种密度有一定关系，做克隆形成率测定时，接种细胞一定要分散成单细胞悬液，直接接种在碟皿中，持续一周，随时检查，到细胞形成克隆时终止培养。
1、平板克隆形成试验
基本步骤：
(1)取对数生长期的单层培养细胞，用0.25%胰蛋白酶消化并吹打成单个细胞，把细胞悬浮在10%胎牛血清的RPMI1640培养液中备用。
(2)将细胞悬液作梯度倍数稀释，以适当的细胞密度(根据增殖能力)接种于培养皿中。一般分每皿50、100、200个细胞的梯度密度分别接种含10mL
37℃预温培养液的皿中，并轻轻转动，使细胞分散均匀。置37℃ 5% CO2及饱和湿度的环境下，静置培养2～3周。
(3)经常观察，当培养皿中出现肉眼可见的克隆时，终止培养。弃去上清液，用PBS小心浸洗2次。加纯甲醇或1:3醋酸/甲醇5mL，固定15分钟。然后去固定液，加适量Giemsa应用染色液染10～30分钟，然后用流水缓慢洗去染色液，空气干燥。
(4)将平皿倒置并叠加一张带网格的透明胶片，用肉眼直接计数克隆，或在显微镜(低倍镜)计数大于10个细胞的克隆数。最后计算克隆形成率。
&&& 克隆数
&&& 克隆形成率=
—————&100% &&
&& 接种细胞数
平板克隆形成试验方法简单，适用于贴壁生长的细胞。适宜底物为玻璃的、塑料瓶皿。试验成功的关键是细胞悬液的制备和接种密度。细胞一定要分散得好，不能有细胞团，接种密度不能过大。
2、软琼脂培养克隆形成试验
基本步骤：
(1)取对数生长期细胞，用0.25%胰蛋白酶消化并轻轻吹打，使之成为单细胞，作活细胞计数，用含20%胎牛血清的DMEM培养液调整细胞密度至1&106细胞/L。然后根据实验要求作梯度倍数稀释。
(2)用蒸馏水分别制备出1.2%和0.7%两个浓度的低溶点琼脂糖液，高压灭菌后，维持在40℃中不会凝固。
(3)按1:1比例使1.2%的琼脂糖和2&DMEM培养基(含有2&抗生素和20%的小牛血清)混合后，取3mL混合液注入直径6cm平皿中(10cm平皿加7～10mL)，冷却凝固，可作底层琼脂置CO2温箱中备用。
(4)按1:1比例让0.7%的琼脂糖和2&DMEM培养基在无菌试管中相混以后，再向管中加入0.2mL的细胞悬液，充分混匀，注入铺有1.2%琼脂糖底层平皿中，逐形成双琼脂层。待上层琼脂凝固后，置入37℃
5%CO2温箱中培养10～14天。
(5)把平皿放置在倒置显微镜下，观察细胞克隆数。计算形成率。
软琼脂培养法常用检测肿瘤细胞和转化细胞系。试验中琼脂与细胞相混时，琼脂温度不宜超过40℃。接种细胞的密度每平方厘米不超过35个，一般6cm的平皿接种1000个细胞。正常细胞在悬浮状态下不能增殖，不适用于软琼脂克隆形成试验。
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